Анемия с тельцами гейнца у новорожденных. Задания для внеаудиторной работы. Блюда для Тельца

S Tasker, MR Lappin. Haemobartonella felis: recent
developments in diagnosis and, treatment – Journal of
Feline Medicine and Surgery (2002) 4, 3–11

Немного истории

В 1942 году Кларк описал инфекционное заболевание у кошки с анемией в Южной Африке, назвав возбудителя Eperythrozoon felis . Позднее Flint & Moss (1953) опубликовали данные об аналогичном микроорганизме, вызвавшего инфекционную анемию у кошек в США. С 1955 года возбудитель данного заболевания переименован в Haemobartonella felis .

Инфекционная анемия кошек, вызванная H . Felis , распространена по всему миру. Возбудитель инфекционной анемии кошек (гемобартонеллез кошек) – Haemobartonella felis – плеоморфная некультивируемая безоболочечная гемотрофная бактерия.

Несмотря на то, что Haemobartonella felis является доказанной причиной развития инфекционной анемии у кошек, до сих пор остается много не раскрытых вопросов, касающихся эпизоотологии заболевания. Одним из сдерживающих факторов, ограничивающих полномасштабные исследования, является тот факт, что бактерию очень сложно культивировать вне организма хозяина. Однако в последние годы получили распространение молекулярно-генетические методы исследования. Филогенетический анализ, проведенный путем секвенирования гена 16S рРНК, указывает на близкое родство с родом Mycoplasma , а не с риккетсиями, как предполагалось ранее. Молекулярно-биологические методы позволили доказать, что Haemobartonella felis поражает эритроциты, а количество выделенной ДНК коррелирует с числом микроорганизмов в крови (Cooper и др., 1999). Последние работы зарубежных исследователей свидетельствуют о наличии нескольких штаммов и даже видов Haemobartonella .

До недавнего времени в связи с невозможностью культивирования микроорганизма, основным методом диагностики была цитология мазка крови. Погрешность этого метода очень высока. Существует множество факторов, приводящих как к ложноотрицательным, так и к ложноположительным результатам. Полимеразная цепная реакция (ПЦР) в настоящее время является методом выбора для диагностики гемобартенеллеза.

Диагностика гемобартонеллеза кошек

Наиболее распространенный метод диагностики гемобартонеллеза – микроскопическое исследование мазка крови с визуализацией микроорганизмов на поверхности эритроцитов. Возбудитель инфекционной анемии в таком случае должен быть дифференцирован от других включений в эритроциты, например тельца Хауэлла-Жолли или тельца Паппенгеймера, которые могут быть представлены в виде мелких синих гранул. Окраска мазка крови акридин оранжевого, а также флюоресцентные методы с использованием меченых антител более чувствительны, чем стандартная окраска по Романовскому. Однако, для проведения таких исследований необходим флуоресцентный микроскоп.

Фото 1. Окраска мазка крови по Райту-Гимза (увеличение ×1000). Кокковидные и круглые микроорганизмы H . felis на поверхности почти 50% эритроцитов.

Помимо окраски по Романовскому возможно использование других красителей (Грюнвальд-Гимза, Райта и Райта-Гимза). Возбудитель обычно расположен на периферии эритроцитов поодиночке, попарно или находится свободно рядом с клетками крови. Довольно часто ложноположительный диагноз ставится из-за артефактов, возникающих в результате неправильной сушки или фиксации мазка, кроме того возбудителя легко спутать с седиментом краски. Использование свежеприготовленного красителя с предварительной фильтраций является обязательным условием при диагностике гемобартонеллеза кошек микроскопическим методом. При наличии седимента красителя в мазке он обычно находится выше плоскости фокуса эритроцитов и имеет более интенсивную окраску в сравнении с Haemobartonella felis .

Тельца Хауэлла-Жолли – это остатки ядра эритроцита, которые могут быть дифференцированы от Haemobartonella felis по размеру (более крупные, 1-2 мкм в диаметре). Тельца Папенгеймера – скопления железа, в мазке визуализируются как мелкие слегка окрашенные синие гранулы внутри эритроцита.

Фото 2. Окраска мазка крови собаки по Райту (увеличение ×1000). Очень маленькие, плохо различимые светло-голубые зерна в некоторых эритроцитах – тельца Паппенгеймера. Эритроцит в центре поля содержит маленькую круглую темно-пурпурную структуру, которая является тельцем Хауэлла-Жолли.

Фото 3. Окраска мазка крови собаки по Райту (увеличение ×1000). В четырех эритроцитах содержатся темно-пурпурные цитоплазматические включения – тельца Хауэлла-Жолли, которые являются ядерными фрагментами.

При использовании цитологического метода следует учитывать, что высокие концентрации стабилизатора ЭДТА приводят к отщеплению бактерий с поверхности эритроцитов, что делает диагностику затруднительной. Поэтому оптимальным вариантом является приготовление мазков непосредственно сразу после забора крови или использование стабилизаторов, не обладающих таким эффектом, например, гепарин (Alleman и др., 1999).

Наиболее чувствительным и специфичным методом исследования является ПЦР, позволяющая обнаруживать ДНК возбудителя в крови больных животных. Наличие всего лишь 52 бактерий в крови кошки может быть обнаружено методом ПЦР (Cooper и др., 1999). Секвенирование последовательностей 16S рРНК возбудителя позволило сделать вывод о наличии нескольких штаммов Haemobartonella felis с разной патогенностью. Кроме того, филогенетический анализ показал родство данного микроорганизма с Eperythrozoon suis .

Широкое использование ПЦР позволило обнаружить, что 19,5% исследованных в США кошек являются носителем инфекции (Jensen и др., 2001). Аналогичные исследования были проведены в Великобритании. Распространенность этой инфекции приближалась к 18%.

ПЦР показывает высокую диагностическую эффективность в сравнении с другими методами. ПЦР позволяет выявить возбудителя уже в первые 8 дней после заражения. Однако, если исследование проводится в период применения антибиотиков, возможно получение ложноотрицательного результата. Поэтому кровь для исследования необходимо отбирать для анализа до начала курса антибиотикотерапии.

Если заболевание протекало бессимптомно, кошки являются источником возбудителя, по крайней мере, в течение 6 месяцев. Исследования клинически здоровых кошек в США и Великобритании показали, что 14,5% и 10% животных соответственно давали положительные результаты при исследовании методом ПЦР. Таким образом, становится очевидным, что интерпретировать результат ПЦР необходимо с учетом клинической картины и гематологического анализа крови.

В настоящее время диагностика гемобартонеллеза методом ПЦР доступна в Центре диагностики и профилактики болезней животных, в сети ветеринарных клиник «Вита». Исследование проводится с использованием технологии Real-time PCR, позволяющей проводить полуколичественный анализ содержания ДНК возбудителя в крови пациента.

Клинические признаки гемобартонеллеза

На клиническое проявление гемобартонеллеза влияет множество факторов, в том числе патогенность штамма и состояние иммунной системы животного. Животные с хронической инфекцией, как правило, выглядят здоровыми (Berent et al, 1998). С другой стороны, есть исследования, свидетельствующие о выраженной гемолитической анемией у всех зараженных животных, что более вероятно связано с патогенностью штамма.

Клинические признаки у больных животных неспецифичны и характеризуются анемией, вялостью, анорексией, потерей веса и депрессией. Часто наблюдается интермитирующая лихорадка, особенно при острой форме болезни. Возможны лимфаденопатия, спленомегалия, иктеричность слизистых оболочек в результате гемолиза эритроцитов. Гемобартонеллез обычно вызывает регенеративную анемию, сопровождающуюся ретикулоцитозом, анизоцитозом, микроцитозом и полихромазией. Тяжесть анемии зависит от стадии инфекции. Уровень гематокрита, как правило, падает ниже 20% и в среднем варьирует в пределах 15-18% (Foley и др., 1998, VanSteenhouse и др., 1993). В мазке крови можно обнаружить нормобласты.

Лечение

Haemobartonella felis чувствительна к тетрациклинам, которые специфически ингибируют синтез белка прокариот. Тетрациклин и окситетрациклин могут вызывать медикаментозную гипертермию (Wilkinson , 1968) и требуют использование каждые 8 часов. Препаратом выбора при данной инфекции является доксициклин за счет меньшего количества побочных эффектов. Рекомендуемая доза доксициклина составляет 5-10 мг/кг перорально 1 раз в день. Терапия должна продолжаться от 14 до 21 дней в зависимости от реакции на лечение.

Считается, что фторхинолоны являются эффективными в лечение микоплазменных инфекций. Однако использование энрофлоксацина в дозе 10 мг/кг перорально ежедневно в течение, по крайней мере, 14 дней показало относительно низкую эффективность в терапии гемобартонеллеза.

Азитромицин – макролид, использующийся при лечении микоплазмозов у человека, оказался также малоэффективным при лечении гемобартонеллеза в дозе 15 мг/кг перорально 2 раза в день (Westfall et al, 2001).

Анемия, вызванная гемобартонеллезом, требует использования глюкокортикоидов (VanSteenhouse et al, 1993). Однако, прежде должны быть исключены заболевания, которые могут обостряться при использовании глюкокортикоидов, например, токсоплазмоз. Рекомендуемая доза преднизолона составляет 2 мг/кг в сутки перорально параллельно с антибактериальной терапией. Дозировка преднизолона должна постепенно снижаться в течение 3 недель.

Итак, несколько выводов:

Если у кошки есть клинические признаки гемобартонеллеза и возбудитель обнаружен цитологически или методом ПЦР, лечение необходимо осуществлять незамедлительно;

Если исследование мазка крови является единственным доступным методом и при его исследовании получен отрицательный результат, который не согласуется с клинической картиной, кошку следует считать больной в связи с частыми ложноотрицательными случаями;

Если результат ПЦР отрицательный (забор крови до лечения), то кошка с высокой степенью вероятности свободна от возбудителя;

Поскольку при хронической инфекции невозможно обнаружить возбудителя в мазках крови, все кошки, использующиеся в качестве доноров крови, должны быть обследованы с использованием метода ПЦР;

Препаратом выбора при лечении гемобартонеллеза является доксициклин в дозировке 5-10 мг/кг перорально 1 раз в день в течение 14-21 дней.

Литература

Alleman AR, Pate MG, Harvey JW, Gaskin JM, Barbet AF (1999) Western immunoblot analysis of the antigens of Haemobartonella felis with sera from experimentally infected cats. Journal of Clinical Microbiology 37, 1474–1479

Berent LM, Messick JB, Cooper SK (1998) Detection of Haemobartonella felis in cats with experimentally induced acute and chronic infections, using a polymerase chain reaction assay. American Journal of Veterinary Research 59, 1215–1220

Cooper SK, Berent LM, Messick JB (1999) Competitive, quantitative PCR analysis of Haemobartonella felis in the blood of experimentally infected cats. Journal of Microbiological Methods 34, 235–243

Flint JC, Moss LC (1953) Infectious anaemia in cats. Journal of the American Veterinary Medical Association 122, 45–48

Foley JE, Harrus S, Poland A, Chomel B, Pedersen NC (1998) Molecular, clinical, and pathologic comparison of two distinct strains of Haemobartonella felis in domestic cats. American Journal of Veterinary Research 59, 1581–1588

Jensen WA, Lappin MR, Kamkar S, Reagen WJ (2001) Use of a polymerase chain reaction assay to detect and differentiate two strains of Haemobartonella felis infection in naturally infected cats. American Journal of Veterinary Research 62, 604–608

VanSteenhouse JL, Millard JR, Taboada J (1993) Feline haemobartonellosis. Compendium of Continuing Education for the Practising Veterinarian 15, 535–545

Westfall DS, Jensen WA, Reagan WJ, Radecki SV, Lappin MR (2001) Inoculation of two genotypes of Haemobartonella felis (California and Ohio variants) to induce infection in cats and the response to treatment with azithromycin. American Journal of Veterinary Research 62, 687–681

Wilkinson GT (1968) A review of drug toxicity in the cat. Journal of Small Animal Practice 9, 21–32

Здоровья Вам и Вашим питомцам.

к.в.н. Ключников А.Г.

Автор (ы): Корнюшенков Е.А., Гимельфарб А.И.
Организация(и): Клиника экспериментальной терапии НИИ клинической онкологии РОНЦ имени Н.Н. Блохина РАМН, Ветеринарная клиника «Биоконтроль» «Институт развития ветеринарной интенсивной терапии, анестезиологии и реаниматологии – ВИТАР» МГАВМиБ им. К.И. Скрябина
Журнал: №1 - 2011

Сокращения: АД ― артериальное давление; ДД/мин ― дыхательные движения в минуту; ОА ― общая анестезия; Уд/Мин ― удары в минуту, ЧДД ― частота дыхательных движений, ЧСС ― частота сердечных сокращений, SpO2 ― сатурация кислорода в гемоглобине, ИВЛ (искусственная вентиляция легких).

Введение

Общая характеристика пропофола. Пропофол -- внутривенный анестетик короткого действия, используемый как для индукции, так и для поддержания общей анестезии (ОА). Относится к фенолам и представляет собой 2,6-диизопропилфенол. Пропофол не растворим в воде, выпускается в виде 1%-й водно-масляной эмульсии белого цвета, рН нейтральный.

Препарат обеспечивает быструю индукцию в анестезию (60...90 с), которая, как правило, не сопровождается выраженной стадией возбуждения. Продолжительность анестезии после однократного болюсного введения составляет в среднем 5...10 мин. В более низких дозах пропофол вызывает седацию. Препарат не обладает анальгетическими свойствами, а повышает порог болевой чувствительности (т.е., уменьшает восприятие боли). Механизм действия пропофола до конца не изучен, однако доказано ингибирование ГАМК-медиаторной трансмиссии. Пропофол не обладает кумулятивными свойствами, поэтому пробуждение даже после длительной инфузии препарата наступает очень быстро как у человека, так и у животных большинства видов. При поступлении в организм пропофол в значительной степени (до 98 %) связывается с белками плазмы крови. Метаболизируется в печени и вне ее. Метаболиты выделяются в основном почками.

Короткая продолжительность клинического действия пропофола обусловлена как его перераспределением, так и быстрым метаболическим клиренсом. Концентрация препарата в плазме после струйного введения быстро снижается в основном за счет перераспределения пропофола из мозга и других хорошо васкуляризованных тканей в органы с менее интенсивным кровоснабжением.

Несмотря на то, что период полувыведения составляет (Т1/2 =40-50 мин.), пробуждение наступает быстро даже после продолжительной инфузии пропофола. Причина подобного противоречия заключается в большом объеме распределения пропофола в равновесном состоянии: он интенсивно перераспределяется в мышцы, жир и др. плохо васкуляризованные ткани.

Ожирение, умеренная дисфункция печени и почек не оказывает значительного влияния на продолжительность действия пропофола, несмотря на кумуляцию его метаболитов. Это дает основание предполагать, что метаболиты пропофола не обладают клинически значимым эффектом. Если скорость введения пропофола тщательно регулируется в зависимости от наблюдаемого эффекта, то снижается частота побочных эффектов (например, артериальной гипотонии) и ускоряется пробуждение после анестезии.

Методика, называемая тотальной внутривенной анестезией (ТТВА, Total ntravenous anesthetics - TIVA) получила свое широкое распространение именно при применении пропофола. В настоящее время этот метод является реальной альтернативой ингаляционной (газовой) анестезии. Так, при сравнении управляемости различных анестетиков (L.Smith, 1996, США), пропофол занял второе место (после дезфлюрана) по скорости пробуждения больных после наркоза, опередив изофлюран и севофлюран. Также важным аспектом использования пропофола является его противорвотный (антиэметический) эффект. N. R. Fahmu (1996, США) сообщает, что при использовании методик TIVA, включающих пропофол, синдром послеоперационной тошноты и рвоты отсутствовал, что весьма актуально, если животное было кормлено.

Особенности метаболизма кошек. Большинство липофильных веществ (за исключением ингаляционных анестетиков) подвергается в организме биотрансформации. Важнейшая роль в биотрансформации лекарственных веществ принадлежит микросомальным ферментам печени, благодаря которым липофильные соединения превращаются в гидрофильные и уже после этого экскретируются (как правило, с мочой). Если вещество не подвергается метаболизму, оно может накапливаться и вызывать токсические эффекты.

Печеночный метаболизм большинства препаратов состоит из двух фаз ― метаболической трансформации (первая) и конъюгации (вторая). В первую фазу за счет окисления, восстановления и гидролиза, вещества становятся более гидрофильными. Во вторую фазу к веществу или его метаболитам присоединяется ряд эндогенных веществ, таких как глюкуронид, глутатион, сульфаты, ацетил и др. Наиболее частой химической реакцией фазы конъюгации является глюкуронизация, которая катализируется ферментами, принадлежащими к семейству глюкуронил-трансфераз.

Было установлено, что у кошек значительно снижена активность некоторых глюкуронил-трансфераз, чем и объясняются особенности действия многих лекарственных средств на этот вид животных. В то время как у большинства животных фармакопрепараты быстро экскретируются из организма в виде конъюгатов глюкуроновой кислоты. У кошек клиренс понижен, а период полувыведения препаратов увеличен. Концентрация таких веществ у кошек повышается быстрее, и токсические эффекты более выражены (особенно ярко у этого вида животных проявляется токсичность ацетаминофена или парацетамола).

Однако, не все экзогенные вещества, метаболизм которых сопряжен с глюкуронизацией, токсичны для кошек. Во-первых, это зависит от того, какая именно глюкуронил-трансфераза требуется для метаболизма того или иного вещества и от выраженности дефицита данного фермента; во-вторых, от широты фармакологического действия вещества; в-третьих, от наличия альтернативных путей метаболизма. У кошек довольно хорошо развит путь конъюгации с сульфатами, который может компенсировать недостаточность глюкуронизации.

Пропофол ― фенольное соединение и метаболизируется, главным образом, в печени с образованием глюкуронидов и сульфатных конъюгатов. Дефицитом глюкуронизации, необходимой для метаболизма фенольных соединений, и объясняется феномен более длительного пробуждения, отмеченный многими исследователями после длительного введения пропофола кошкам.

Анемия с образованием телец Хайнца (Heinz body formation anaemia). Тельца Хайнца представляют собой скопления денатурированного, преципитированного гемоглобина в эритроцитах. Их образование связано с окислительным повреждением эритроцитов под воздействием активных метаболитов кислорода (О2, Н2О2, ОН-), а также с некоторыми другими механизмами. Окислительное повреждение способствует также переходу гемоглобина в метгемоглобин, который не способен присоединять кислород. В результате описанных процессов способность эритроцитов переносить кислород снижается.

У кошек тельца Хайнца обнаруживаются чаще, чем у животных других видов, что связано с более высокой интенсивностью их образования и более медленным удалением. Гемоглобин кошек содержит до 20 S-H-групп, в то время как у других видов животных и у человека их содержание не превышает 4. Повышенное содержание сульфгидрильных групп делает гемоглобин кошек более подверженным окислительному повреждению. Еще одним фактором, способствующим быстрому образованию телец Хайнца, считается легкий переход гемоглобина кошек из состояния тетрамера в состояние димера. Замедленное удаление из кровотока эритроцитов, содержащих тельца Хайнца, объясняется особенностями строения селезенки кошек. У здоровых кошек количество эритроцитов, содержащих тельца Хайнца, достигает 1...2%, хотя и при уровне в 10% кошки могут выглядеть клинически здоровыми.

К окислительным токсинам, вызывающим образование телец Хайнца у кошек, относятся метиленовый синий, ацетаминофен, фенацетин, пропилен-гликоль и др. Пропофол тоже является таким окислителям. Повреждение эритроцитов под действием некоторых перечисленных препаратов объясняется не только особенностями строения гемоглобина кошек, но также более медленным метаболизмом этих веществ. Повышение количества телец Хайнца отмечено при некоторых системных заболеваниях, таких, как жировая дистрофия печени, сахарный диабет, гипертиреоидизм и лимфома. Поскольку у кошек метаболизм пропофола в связи с дефицитом глюкуронизации замедлен, время воздействия препарата на эритроциты продлевается, что увеличивает возможность их окислительного повреждения.

Материалы и методы

На базе Клиники экспериментальной терапии НИИ клинической онкологии РОНЦ имени Н.Н. Блохина РАМН совместно с ветеринарной клиникой «Биоконтроль» были апробированы схемы общей анестезии на основе препарата пропофол. Исследование проводилось на 41-й собаке и 35-ти кошках, проходивших плановое хирургическое лечение в ветеринарной клинике «Биоконтроль». Возраст собак составлял от 6-ти месяцев до 19-ти лет. Возраст кошек составлял от 4-х до 12-ти лет.

За основу тотальной внутривенной анестезии был взят препарат пропофол. Мониторинг осуществлялся с помощью кардиомонитора Sensitec 1200. Исследовались следующие показатели гемодинамики: ЧСС, ЭКГ, ЧДД, НАД, SpO2, Т. Мы регистрировали следующие этапы временного интервала: во время вводной индукции, через 5 мин. после индукции, через 30 мин. после индукции и через 60 мин. после индукции.

Все данные о мониторинге регистрировались в протоколе анестезиологического отделения ветеринарной клиники «Биоконтроль». Степень анестезиологического риска у оперируемых больных соответствовала 2-4 классу по классификации ASA.

Все животные были распределены на пять групп

1-я группа(n=20): собаки в качестве индукции получали препараты пропофол в дозе 6-8 мг/кг МТ; кетамин 2,5 мг/кг МТ и ксилазин 1,25 мг/кг МТ. Далее, пропофол вводился в дозе 10 мг/кг/ МТ/час; кетамин 3,5 мг/кг/ МТ/час и ксилазин 1,5 мг/кг/ МТ/час. В качестве премедикации использовали атропин 0,025 мг/кг МТ; амоксицилин 12,5 мг/кг МТ п/к; тавегил 1,0 мл/10 кг МТ в/м.

2-я группа(n=13): собаки в качестве индукции получали пропофол в дозе 6 -8 мг/кг МТ и фентанил в дозе 5 мкг/кг МТ. Далее, пропофол в дозе 12 мкг/кг/ МТ/час и фентанил 10 мкг/кг/ МТ/час. В качестве премедикации использовали атропин 0,025 мг/кг МТ; амоксицилин 12,5 мг/кг МТ п/к; тавегил 1,0 мл/10 кг МТ в/м.

3-я группа(n=8): собаки в качестве индукции получали препарат пропофол в дозе 6-8 мг/кг МТ и золетил в дозе 4 мг/кг МТ. Далее, пропофол в дозе 12 мг/кг/ МТ/час и золетил в дозе 4 мг/кг МТ/час. В качестве премедикации использовали атропин 0,025 мг/кг МТ; амоксицилин 12,5 мг/кг МТ п/к; тавегил 1,0 мл/10 кг МТ в/м.

Вводную индукцию осуществляли болюсным введением препаратов, в дальнейшем индукцию проводили, используя одноканальные или двухканальные шприцевые дозаторы фирмы Sensitec.

Учитывая универсальность в применении пропофола, мы использовали его у пациентов, которым выполнялись операции разного профиля. В табл.1 приведены данные о характере оперативного вмешательства у собак.

Таблица 1. Распределение групп животных по характеру оперативного вмешательства у собак.

4-я группа: кошки(n=20), которым были назначены непродолжительные лечебные процедуры (лучевая терапия) под ОА препаратом пропофол. Продолжительность анестезии составляла 10 мин. Оценивали такие параметры, как наличие или отсутствие возбуждения (опистотонуса) при вводной анестезии, ЧСС, SpO2 (с помощью пульсоксиметра фирмы Dixion), время и характер пробуждения животных. В качестве премедикации использовали атропин 0,025 мг/кг МТ в/в и тавегил 0,3 мл/животное в/в, разбавленный физиологическим растворам в пропорции 1:5. Индукционная доза ― 6...8 мг/кг МТ препарата пропофола болюсно.

В 5-ю группу(n=15) входили животные, которым было назначено плановое хирургическое вмешательство в объеме унилатеральной мастэктомии. Премедикация: атропин 0,05 мг/кг МТ п/к; амоксицилин 12,5 мг/кг МТ п/к; тавегил 0,3 мл/животное в/м; буторфанол 0,4 мг/кг МТ в/м. В качестве компонентов ОА пациентам применяли пропофол в дозе 4...6 мг/кг МТ и золетил 2 мг/кг МТ. Оценивали такие критерии, как наличие или отсутствие возбуждения у животного при индукции, АД, ЧСС, ЧДД, SpО2 (используя кардиомонитор фирмы Mindrey).

Животным всех групп с целью профилактики гиповолемии проводили инфузионную терапию раствором Рингера со скоростью 10 мл/кг МТ/час.

Результаты исследования у собак

При вводной индукции пропофолом мы наблюдали у 3-х собак (две -- кане корсо, одна -- английский бульдог белого окраса) гиперемию слизистых оболочек ротовой полости и глаз, а также гиперемию кожи в области ушей и мошонки, без признаков зуда.

У 2-х собак при вводной анестезии пропофолом наблюдался опистотонус и «плавательные» движения конечностями.

У собак всех групп мы наблюдали незначительные изменения со стороны частоты сердечных сокращений (ЧСС). В 1-й и 2-й группе мы наблюдали снижение ЧСС (график 1). У двух животных 1-й группы и одного животного 3-й группы наблюдалось снижение ЧСС ниже 50 уд/мин. после чего им применяли холинолитические препараты (атропин 0,05 мг/кг в/в), что стабилизировало показатели гемодинамики. У остальных пациентов 3-й группы наблюдался незначительный подъем ЧСС после вводной индукции (график 1). Однако к моменту середины оперативного лечения ЧСС имела тенденцию к снижению.

При исследовании изменений АД мы наблюдали снижение АД по ходу операции у собак 1-й группы (график 2). У трех собак 1-й группы наблюдалось снижение АД ср. ниже 70 мм рт. ст., которое не стабилизировалась на фоне инфузионной терапии. Данным животным применяли вазоконстрикторы (допмин: 4 мкг/кг/ МТ/мин), что позволило стабилизировать показатели гемодинамики.

У собак 2-й группы наблюдалась тенденция к снижению АД после проведенной вводной индукции (график 2). У одного животного потребовалась стимуляция допмином. В дальнейшем мы наблюдали тенденцию к увеличению показателей артериального давления.

У животных 3-й группы мы наблюдали незначительное повышение АД ближе к концу оперативного лечения (график 2).

Снижение показателей сатурации относительно нормы (96-98%) наблюдалось у всех групп собак при вводной индукции (график 3). Наиболее низкой сатурация наблюдалась у пациентов 2-й группы (92,8%). Однако в дальнейшем показатели сатурации составляли нормальные значения во всех исследуемых группах.

Тенденция к снижению ЧДД наблюдалось у всех исследуемых групп (график 4). Тенденция к ослаблению спонтанного дыхания наблюдалась у четырех (14,2%) животных 1-й группы, у восьми (66,6%) животных 2-й группы и шести (75%) животных 3-й группы. Им проводилась респираторная поддержка аппаратом ИВЛ Graph в режиме PCV , f = 10 - 15 Peep 0 – 5 см. вод. ст.

Уменьшение температуры тела наблюдалось у всех групп животных (график 5). Снижение температуры тела ниже 35,0 наблюдалось у одного животного 1-й группы и одного 2-й группы. Используя подогреваемые подстилки, и вводя теплые растворы, данные изменения гемодинамики были нивелированы.

Восстановление сознания (забор языка в ротовую полость, двигательная активность, обострение внимания при произнесении клички животного) наблюдалось быстрее у пациентов 2-й группы. В среднем, время пробуждения составило 35-40 мин. после операции продолжительностью 60 мин. В группах, где использовались диссоциативные анестетики (кетамин, золетил), это время продлевалось на 20-30 мин. и составляло от 50 до 70 мин. после операции продолжительностью 60 мин.

У трех животных 3-й группы наблюдалось психомоторное возбуждение, проявляющееся лаем и галлюцинациями («ловлей мух») в послеоперационном периоде.

Результаты исследования у кошек

При вводной анестезии препаратом пропофол мы не наблюдали признаков возбуждения или опистотнуса у исследуемых животных 4-й и 5-й групп. У четырех животных (по две кошки из обеих групп) мы наблюдали признаки опистотонуса после анестезии, которые не сопровождались другими неврологическими расстройствами (судороги, атаксия) и самопроизвольно нивелировались через 5...10 мин.

Изменения со стороны сердечно-сосудистой системы регистрировались в 4-х из 5-ти исследовательских групп. В 4-й группе мы наблюдали плавное снижение ЧСС (до 130 уд/мин) по ходу анестезии. В дальнейшем, на 10-й мин ЧСС повысилась (до 135 уд/мин), что соответствовало фазе пробуждения животного и являлось физиологической нормой. В 5-й группе на всем протяжении анестезии мы наблюдали снижение ЧСС (до 122 уд/мин), что являлось физиологической нормой и не требовало фармакокоррекции (график 6). Дополнительным методом контроля сердечно-сосудистой системы у животных 5-й исследовательской группы было измерение АД (график 8). Мы наблюдали тенденцию к снижению АД (среднее значение в группе до 72 мм рт. ст.), что соответствовало норме и не требовало дополнительного введения вазоконстрикторов.

Изменения со стороны дыхательной системы регистрировали по данным частоты дыхательных движений и сатурации гемоглобина в кислороде. Мы наблюдали снижение процента кислорода в гемоглобине при вводной анестезии в 4-й и 5-й исследовательских группах (среднее значение до 94,5 %). Во время анестезии этот показатель увеличивался и к 10-й мин. мы регистрировали 96% кислорода, что соответствовало физиологической норме (график 7). При анализе сатурации за весь период наблюдения установлено, что содержание кислорода было выше в 5-й исследовательской группе (в среднем 97,6 %), что свидетельствовало о лучшей оксигенации пациентов. В обеих исследовательских группах не отмечено депрессии спонтанного дыхания, анестезия проходила без респираторной поддержки и признаков дыхательной недостаточности. Минимальное значение ЧДД (в среднем 16 ДД/мин) регистрировали у животных 5-й группы, что являлось физиологической нормой для этого вида (график 9).

Сознание и двигательная активность быстрее восстанавливались у животных 4-й группы. Это объясняется тем, что им вводили только индукционную дозу препарата пропофол в монорежиме. В среднем, время пробуждения составляло 5 мин. 45 сек., в 4-й группе и 29 мин. 15 сек., в 5-й группе.

Нарушений сердечного ритма, а также судорог, апноэ, цианоз не отмечены у исследуемых групп животных. Также мы не наблюдали клинических симптомов, соответствующих развитию болезни Хайнца.

Обсуждение

Наблюдаемая нами гиперемия слизистых оболочек ротовой полости и глаз, а также гиперемия кожи у трех собак объясняется в большей степени индивидуальной реакцией животных на составляющие ингредиенты пропофола, а именно, содержание соевого компонента, который в отдельных случаях может дать аллергическую реакцию по типу крапивницы. Как правило, такого рода реакция является единственным серьезным проявлением аллергии и не влечет за собой дополнительных последствий.

Опистотонус и «плавательные» движения при применении пропофола, вероятнее всего, происходят по тем же причинам, что и у других предшественников пропофола. Эти непроизвольные движения связаны с возникающей депрессией подкорковых структур, устраняющей ингибирующее влияние на кору. Как правило, данные осложнения возникают при вводной анестезии и являются неэпилептической миоклонией. В некоторых работах показано, что такие состояния у людей и собак не сопровождаются судорожной или эпилептиформной активностью на электроэнцефалограмме (Borgeat A., Wilder-Smith OHG, 1994). Доказано также, что пропофол вызывает феномены возбуждения (миоклонию, тремор, дистонию) реже, чем этомидат и тиопентал (Reddy R. V., Moorhy S.S., 1993). Миоклония легко снимается применением альфа- 2-агонистов, кетамином, золетилом или газовыми анестетиками.

Наблюдаемое снижение ЧСС при комбинации гипнотика пропофола и наркотического анальгетика, является предсказуемым осложнением, исходя из фармакодинамики обоих препаратов. Оба препарата снижают ЧСС, что в совокупности усиливает это действие и может вызвать стойкую брадикардию. Такой же эффект вызывает и комбинация пропофола с ксилазином. Эти изменения гемодинамики являются ожидаемыми и легко компенсируются применением атропина. Повышение ЧСС при использовании пропофола и золетила на начальных этапах индукции, вероятней всего, объясняется компенсаторным процессом, связанным со снижением ЧДД. Также повышение ЧСС при использовании золетила вероятно за счет симпатической стимуляции, которая приводит к синусовой тахикардии.

Артериальная гипотония при применении пропофола в качестве компонента внутривенной анестезии связана со снижением сердечного выброса и снижением сосудистого сопротивления. Этот факт является актуальным у декомпенсированных больных, для которых типична дегидратация и гиповолемия. Однако у исходно здорового животного этот факт может не иметь существенного клинического значения. Индукция анестезии пропофолом в сочетании с фентанилом иногда вызывает артериальную гипотонию, хотя на протяжении всего периода снижения АД на ЭКГ не будет зарегистрировано никаких признаков ишемии миокарда (Haessler R., Madler C., 1992). При индукции, сочетающей пропофол и золетил, возможен незначительный подъем артериального давления вследствие симпатической стимуляции. В случаях отрицательной динамики повышения АД за счет инфузионной терапии, назначаются вазоконстрикторы (допмин, добутамин, адреналин).

Депрессия дыхания при использовании высокодозной пропофоловой анестезии (10 и более мг/кг) будет считаться нормой. Операция может проходить и при спонтанном дыхании, однако обязательным условием будет проведение оксигенотерапии. Именно после перевода животных на искусственную вентиляцию легких (ИВЛ) мы наблюдали повышение показателей сатурации, что являлось объективным критерием респираторной поддержки. В комбинации пропофола и фентанила, а также пропофола и золетила более чем в 70% случаях понадобится респираторная поддержка у собак. При этом, при использовании для индукции шприцевых дозаторов, проведение ИВЛ будет малоинвазивным, что позволит животному сразу же после окончания операции начать дышать самостоятельно. В отношении кошек можно сказать, что эти животные хорошо переносит высокодозную пропофоловую анестезию, которая не проявляется угнетением для дыхательного центра, что дает возможность проведения анестезии при спонтанном дыхании.

Снижение температуры тела наблюдается при использовании всех видов анестезиологического пособия. В некоторых случаях это может оказать свои положительные свойства, например при нейрохирургических вмешательствах. Предрасполагающими факторами к развитию гипотермии являются: длительные хирургические вмешательства на открытых полостях; собаки карликовых пород; операции с массивной кровопотерей. Если же источником гипотермии послужила длительная анестезия, то данное состояние хорошо компенсируется применением электрических одеял и введением теплых растворов.

Выводы

1. Пропофол подходит для использования в качестве средства ОА у кошек и собак, как при кратковременных процедурах, так и при постоянно контролируемой инфузии.

2. Индукционная доза указанного препарата не должна превышать 8 мг/кг МТ.

3. При соблюдении предложенных схем ОА, индукция (в монорежиме 6...8 мг/кг МТ, при сочетании с анальгетиками 4...6 мг/кг МТ) и операция проходят при спонтанном дыхании у кошек. У собак при дозе более 10 мг/кг МТ может возникнуть депрессия дыхания, что потребует респираторной поддержки.

4. В период пробуждения животного возможны эпизоды опистотонуса, 11,4 % случаев, по собственным исследованиям, что самопроизвольно нивелируется через 5...10 мин.

5. Пропофол обладает хорошими реверсивными свойствами, что позволяет минимизировать количество времени пребывания животного в стационаре.

Литература

1. Кирк Р., Бонагура Д. «Современный курс ветеринарной медицины Кирка», М., Аквариум-Принт, 2005.

2. Уиллард М., Тведтен Г., Торнвальд Г. «Лабораторная диагностика в клинике мелких домашних животных», Под ред. д.б.н. В.В. Макарова; М., Аквариум Бук, 2004.

3. Харкевич Д.А. «Фармакология». Гэотар-Мед, 2004.

4. Andress J.L., Day T.K., Day D. The effects of consecutive day propofol anesthesia on feline red blood cells. Vet Surg, 1995.

5. Bley R., Roos M.,Price J., Ruess-Melzer K., Buchholz J., Poirier V., Kaser-Hotz B. Clinical assessment of repeated propofol-associated anesthesia in cats. Journal of the American Veterinary Medical Association, 2007.

6. Boothe D.M. Drug therapy in cats: mechanisms and avoidance of adverse drug reactions. J Am Vet Med Assoc, 1990.

7. Brearley J.C., Kellagher R.E.B., Hall L.W. Propofol Anaesthesia in Cats. Veterinary Anaesthesia and Analgesia, 1988.

8. Glen J.B. Animal Studies of the Anaesthetic Activity of ICI 35 868. British Journal of Anaesthesia, 1980.

9. Liehmann L. A comparison of cardiorespiratory variables during isoflurane–fentanyl and propofol–fentanyl anaesthesia for surgery in injured cats. Veterinary Anaesthesia and Analgesia, 2004.

10. Matthews N.S., Brown R.M., Barling K.S., Lovering S.L., Herrig B.W. Repetitive Propofol Administration in Dogs and Cats. Journal of the American Animal Hospital Association, 2004.

11. Mendes G.M., Selmi A.L. Use of a combination of propofol and fentanyl, alfentanil, or sufentanil for total intravenous anesthesia in cats. J Am Vet Med Assoc, 2003.

12. Morgan D.W., Legge K. Clinical evaluation of propofol as an intravenous anaesthetic agent in cats and dogs. Vet Rec, 1989.

13. Pascoe P.J., Ilkiw J.E., Frischmeyer K.J. The effect of the duration of propofol administration on recovery from anesthesia in cats. Vet Anaesth Analg, 2006.

14. Robertson S. What"s Different About Anesthetizing Cats? Proceeding of the SEVC Southern European Veterinary Conference, 2008,Barcelona, Spain.

15. Seymour C., Duke T. BSAVA Manual of Feline and Canine Anaesthesia and Analgesia. 2nd edition. 2007.

Тельца Хайнца (также известные как тельца Гейнца или Гейнца-Эрлиха) - это преципитаты окисленного гемоглобина в эритроците, при окрасках по Романовскому выглядящие как эозинофильные сферические включения, часто выступающие за границы эритроцита. Это достаточно распространенный маркер окислительного повреждения гемоглобина, часто, хотя и необязательно сопутствующий эксцентроцитам и метгемоглобинемии.

Наиболее часто тельца Хайнца можно увидеть у кошек, и это связано с некоторыми особенностями их физиологии. Во-первых, в отличие от большинства других видов, у кошек в молекуле гемоглобина есть шесть нестабильных сульфгидрильных групп, и их гемоглобин очень легко диссоциирует из тетрамера в димер. Во-вторых, их несинусоидальная селезенка крайне неэффективна в вопросах удаления включений с поверхности эритроцитов - поэтому, как и в случае с тельцами Хауэлла-Джолли, до 5% эритроцитов с тельцами Хайнца для кошки считается вариантом нормы. Ну и наконец, отсутствие некоторых ферментативных систем не позволяет им эффективно метаболизировать некоторые ксенобиотики, продукты промежуточного обмена которых часто и вызывают образование телец Хайнца.

В течение некоторого времени эритроцит может смещать образовавшееся тельце Хайнца к периферии по механизму, аналогичному выталкиванию телец Хауэлла-Джолли, и даже иногда избавляться от него, но чаще всего он не успевает это сделать. Тельце Хайнца само по себе изменяет реологические свойства эритроцита, он становится более хрупким, и в среднем продолжительность жизни эритроцитов резко сокращается. У кошек, поскольку селезенка тельца Хайнца не убирает, основным механизмом элиминации пораженных эритроцитов является гемолиз. В мазках часто можно наблюдать "призраки" эритроцитов - то есть, пустые мембраны без гемоглобина, - с ярко заметным тельцем Хайнца. На фотографии выше такие тоже есть.

К распространенным причинам окислительного повреждения эритроцитов относятся:
- применение парацетамола. К нему чувствительны опять же особенно кошки, но и у собак распространена гемолитическая реакция.
- отравление луком, чесноком. Это, конечно, касается преимущественно собак - заточить лука из-под шашлыков они всегда горазды, а вот кошек, трескающих подобные гадости, увидеть можно редко.
- пропиленгликоль у кошек. Раньше часто входил во влажные рационы, сейчас FDA не рекомендовала его применение в кошачьих кормах. Человек к пропиленгликолю чувствителен чуть менее чем никак, поэтому в человеческой еде его полно (любителям покормить со стола на заметку).
- любые системные заболевания, сопровождающиеся ацидозом. В моей личной тройке лидеров - диабет, особенно с кетоацидозом, септические плевриты, сопровождающиеся пиотораксом и дыхательной недостаточностью, и липидоз.
- отравление сильными окислителями (в основном тоже собачья тема): витамин К, антагонисты витамина К, цинк и многое другое.

Появление телец Хайнца далеко не всегда сопровождается клинически обнаружимой гемолитической анемией. При умеренной интенсивности поражения костный мозг обычно успевает ответить повышением эритропоэза, и в крови помимо них обнаруживается еще умеренная полихромазия.

Тельца Гейнца — круглые включения различных размеров, обнаруживаются в зрелых эритроцитах при отравлениях гемолитическими ядами (анилин, нитробензол, фенилгидразин, бертолетова соль). Выявляются при специальной суправитальной окраске.

Образование телец Гейнца

является результатом необратимых дегенеративных изменений в цитоплазме эритроцитов, а их наличие свидетельствует о глубоких функциональных нарушениях этих клеток. Тельца Гейнца вместе с содержащими их эритроцитами исчезают из периферической крови через несколько дней после прекращения контакта с токсичным агентом. Причина их образования точно не установлена. Одни авторы считают, что появление этих телец обусловлено повреждением молекул гемоглобина, в частности денатурацией отщепившегося от него глобина. Другие авторы связывают их появление с повреждением оболочек эритроцитов.

Окраска телец Гейнца

Реактивы: 1 г метилового фиолетового растворяют в 100 мл 0,6 % водного раствора натрия хлорида.

Приготовление препарата. К нанесенной на предметное стекло капле добавляют каплю раствора красителя. Капли перемешивают, накрывают покровным стеклом и помещают во влажную камеру на 1—3 ч при комнатной температуре. При микроскопировании с иммерсионным объективом удается обнаружить тельца Гейнца в виде небольших, округлых темно-фиолетовых включений, расположенных по периферии клеток.

Норма и оценка результатов исследования телец Гейнца.

В эритроцитах здоровых людей тельца Гейнца отсутствуют. При выраженных интоксикациях, главным образом различными метгемоглобинообразователями, почти в каждом эритроците обнаруживают 1—3 тельца диаметром 0,5—1,5 мкм.

Эритроциты с базофильной зернистостью. При интоксикации свинцом в эритроцитах можно опреде­лить мелкую, окрашенную в синий цвет (после окрас­ки метиленовым синим), зернистость. Такая зернистость носит название «базофильной зернистости эритроци­тов» и является признаком токсического поражения костного мозга и его патологической регенерации.

Определение эритроцитов с базофиль­ной зернистостью. На предметном стекле делает­ся тонкий мазок крови, который фиксируется чистым спиртом в течение 3 мин и окрашивается водным раствором метиленового синего (40 капель 1 % водного раствора метиленового синего на 20 мл водопроводной воды) 1 ч. Подсчет ведется на 1 млн. эритроцитов (40 полей зрения по 250 эритроцитов, полученное число умножается на 100) .

У здоровых людей на 1 млн. эритроцитов может быть найдено до 400 - 500 с базофильной зернистостью, а при исследовании в темном поле - до 800 - 1000.

Тельца Гейнца, являющиеся специфическими при интоксикации метгемоглобинообразователями, пред­ставляют собой круглые включения в эритроцитах. Появление телец Гейнца обусловлено дегенеративными изменениями в протоплазме красных кровяных клеток. После прекращения контакта с метгемоглобинообразо­вателями тельца Гейнца обычно исчезают и не определяются в крови.

Окраска телец Гейнца. Для их определения готовится рабочий раствор: 1 г метилового фиолето вого растворяется в 100 мл 0,6% водного раствора хлорида натрия. Раствор оставляется на неделю, а за­тем фильтруется. К нанесенной на предметное стекло капле крови добавляется капля краски. Соединен­ные капли перемешивают, покрывают покровным стеклом и помещают во влажную камеру на 1,5 - 2 ч.

При микроскопировании с иммерсионным объекти­вом тельца Гейнца обнаруживаются в виде небольших округлых темно-фиолетовых включений на периферии эритроцитов.

Тромбоциты принимают участие в процессе сверты­вания крови. Определение количества тромбоцитов осо­бенно важно при диагностике лучевой болезни и бен­зольной интоксикации. Эти заболевания часто сопро­вождаются уменьшением числа дровяных пластинок в периферической крови.

Окраска и подсчет тромбоцитов. На обезжиренное предметное стекло наносится небольшая капля 14% раствора сульфата магния; в нее помеща­ется капля крови, свободно вытекающая из пальца, перемешивается уголком шлифовального стекла, и из этой большой капли делается тонкий мазок, сушится, фиксируется краской Лейшмана в течение 2 мин, за­тем заливается краской Гимзы (20 капель краски на 10 мл воды) на 1 ч. Подсчет ведется на 1 тыс. эритроцитов. В норме количество тромбоцитов в 1 мкл крови составляет 180 - 320 тыс.

Ретикулоциты представляют собой молодые, не­созревшие эритроциты. Ретикулоцитоз, являющийся признаком повышенной регенеративной деятельности костного мозга, может часто в сочетании с другими кардинальными симптомами быть признаком свинцово­го отравления, лучевой болезни и ряда других интоксикаций.

Окраска и подсчет ретикулоцитов. При­готовленный из насыщенного раствора разбавлением краски в изотоническом растворе натрия хлорида 1 % раствор азур II оставляется на неделю, затем фильтруется. Из рабочего раствора делается мазок на предметном стекле и сушится. Поверх этого мазка наносится тонкий мазок крови, помещается во влажную камеру на 5 мин, сушится, фиксируется краской Лейшмана и красится краской Гимзы в тече­ние 20 мин.

При микроскопировании с иммерсионным объекти­вом ретикулоциты отличает от зрелых эритроцитов наличие темно-синих зерен или синей сетки.

Подсчитывается 1000 эритроцитов в разных участках мазка. Результаты подсчета выражаются в промилле.

В норме количество ретикулоцитов составляет 4-10 %0, по некоторым авторам - до 12 ‰

Неотложная помощь при профессиональных интоксикациях, Артамонова В.Г., 1981 г.